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细胞中的信号转导在很大程度上依赖于蛋白质氨基酸侧链的翻译后修饰状态【1】。当翻译后修饰发生在不同位点、占据不同比例和产生多样的修饰组合，这会使得同一个底物蛋白被“装扮”成了构象、功能、结合伴侣、定位存在巨大差异的蛋白质变体。这激发了研究者们研究蛋白质翻译后修饰的热情。近年来，人们对经典的翻译后修饰如磷酸化、糖基化、乙酰化、泛素化、甲基化等已经有了深入了解。然而，有趣的是在赖氨酸残基上仍旧不断有新的酰化修饰如巴豆酰化【2】、丁酰化【3】、丙二酰化【4】、琥珀酰化【5】被发现。同样在赖氨酸残基上，2019年芝加哥大学赵英明教授课题组首次报道了在组蛋白上发现了乳酰化（详见BioArt报道：Nature亮点 | 赵英明组发现组蛋白乳酸化新修饰）【6】。该研究证明了组蛋白乳酰化修饰是由乳酸衍生而来的，并且该修饰在不同的生物学场景中具有和组蛋白乙酰化不重叠的转录调控功能。这无疑是解答了细胞是如何感知代谢变化、启动转录调节机制的一项重要发现。
但是有趣的问题尚待解答：乳酰化是一种广泛存在于人类细胞、组织中的翻译后修饰吗？乳酰化可能发生在人类非组蛋白的赖氨酸残基上吗？非组蛋白的乳酰化修饰水平如何，是否具有生物学调控作用？
为了解答这些问题，2022年6月27日，中国药科大学郝海平/叶慧团队联合南京中医药大学王南溪教授合作在Nature Methods上发表了文章Cyclic immonium ion of lactyllysine reveals widespread lactylation in the human proteome。该工作首次鉴定并确证了携带乳酰化修饰赖氨酸的多肽所产生的特征环状亚胺离子，应用该离子从现有的非富集、大规模的人类蛋白质组数据资源中挖掘出全新的乳酰化修饰底物蛋白和位点的信息，并通过向代谢酶定点引入乳酰化修饰，初步确证了乳酰化发生在人类的非组蛋白底物上同样具有重要的调控功能。
该研究的灵感来自于对蛋白组翻译后修饰研究的规律总结：磷酸化、乙酰化等翻译后修饰均可产生具有诊断意义的特征离子。乳酰化修饰是否也会产生诊断离子？
为了验证此猜想，该团队提出在共享的海量人类蛋白质组数据库中探究乳酰化修饰是否存在新的底物。然而，从非富集的蛋白质组数据中检索修饰位点的假阳性率极高，若能发现修饰特异性的特征离子则能通过谱图筛选，显著降低赖氨酸位点存在修饰的假阳性率，揭示真实的修饰靶标，指导后续的生物学功能探索。基于此需求，该团队通过合成和研究模型乳酰化肽段的谱图，首次发现了携带乳酰化修饰赖氨酸的多肽在质谱碰撞室中经过二级断裂会形成链状亚胺离子，该离子经过脱氨环化再形成次生碎片——环状亚胺离子。该团队通过分析化学修饰和生物样本中富集出的阳性乳酰化肽段，再以近十万条人类蛋白质组的非修饰合成肽段谱图作为阴性对照，确证了环状亚胺离子指征乳酰化修饰的灵敏度和特异性，能作为判定数据库搜索获得的乳酰化修饰新位点的金标准。
基于该诊断离子策略，研究者从现有的非富集、大规模人类蛋白质组数据资源中挖掘了大量全新的乳酰化修饰底物蛋白及其位点的信息，特别是从2020年Nature Methods【7】发表的多种人类细胞系的蛋白质组热稳定性Meltome Atlas数据资源里发现乳酰化修饰高度富集在糖酵解通路代谢酶这一现象。其中，乳酰化修饰的代谢酶ALDOA在多种人类肿瘤细胞系中具有保守性且修饰占位比高，引发了乳酰化修饰能调节代谢酶活性等功能，进而调控糖酵解通路的猜想。
郝海平、叶慧团队进一步联合王南溪课题组，利用先进的化学生物学技术——基因密码子扩展技术，首次实现向靶蛋白ALDOA定点引入乳酰化修饰，发现修饰后酶活性显著降低，揭示了乳酸蓄积后，通过共价修饰糖酵解通路中上游代谢酶，抑制糖酵解活跃度的反馈调节机制，对生物化学领域现有的“终产物抑制”的调控模式进行了补充。
综上，该研究表明乳酰化是广泛存在于人类组织、细胞中的一种非组蛋白特异性的翻译后修饰，对非组蛋白的底物蛋白也具有调控功能。该分析策略可为揭示乳酸更多的共价修饰靶标，阐释乳酰化修饰的动态变化与乳酸紊乱在炎症、肿瘤等重大慢性疾病发生发展中的重要作用之间的因果关系，进而发现新的疾病治疗靶点提供线索。
2019级博士研究生皖宁和2018级硕士研究生王念为本论文的共同第一作者，叶慧研究员、郝海平教授、王南溪教授为本文的共同通讯作者。
郝海平/叶慧团队长期招收具有生物信息学、代谢调控、靶标发现等背景的博士生/硕士生，简历投递邮箱：[email protected]和[email protected]；欢迎对药学、微生物与生化药学感兴趣的同学报考王南溪教授的博士生/硕士生，简历投递邮箱：[email protected]。
原文链接:
https://www.nature.com/articles/s41592-022-01523-1
参考文献
[1] Knorre DG, Kudryashova NV, Godovikova TS. Chemical and functional aspects of posttranslational modification of proteins. Acta Naturae. 2009, 1(3):29-51
[2] Tan M, Luo H, Lee S, et al. Identification of 67 histone marks and histone lysine crotonylation as a new type of histone modification. Cell. 2011, 146(6):1016-28.
[3] Chen Y, Sprung R, Tang Y, et al. Lysine propionylation and butyrylation are novel post-translational modifications in histones. Mol Cell Proteomics. 2007, 6(5):812-9.
[4] Peng C, Lu Z, Xie Z, et al. The first identification of lysine malonylation substrates and its regulatory enzyme. Mol Cell Proteomics. 2011, 10(12):M111. 012658.
[5] Hirschey MD, Zhao Y. Metabolic regulation by lysine malonylation, succinylation, and glutarylation. Mol Cell Proteomics. 2015, 14(9):2308-15.
[6] Zhang D, Tang Z, Huang H, et al. Metabolic regulation of gene expression by histone lactylation. Nature. 2019, 574(7779):575-580.
[7] Jarzab A, Kurzawa N, Hopf T, et al. Meltome atlas-thermal proteome stability across the tree of life. Nat Methods. 2020, 17(5):495-503.
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